MicroClinUy podcast

En este episodio vuelvo sobre un tema que parecía cerrado, pero no lo está: ¿las mascarillas realmente sirven para prevenir infecciones respiratorias?

La discusión tomó fuerza después de una revisión Cochrane publicada en 2023, cuyas conclusiones generaron bastante controversia. El trabajo señalaba que existía incertidumbre sobre el efecto de las mascarillas y que los ensayos controlados aleatorizados no mostraban una reducción clara de las infecciones respiratorias con mascarillas médicas o quirúrgicas.

Pero el problema no termina ahí.

Una revisión posterior publicada en Clinical Microbiology Reviews vuelve a analizar la evidencia y pone el foco en algo fundamental: la metodología utilizada para estudiar intervenciones en enfermedades transmisibles. No es lo mismo evaluar una intervención que solo afecta a quien la recibe que una medida, como una mascarilla, que también puede modificar la transmisión hacia otras personas.

Esta nueva revisión llega a conclusiones bastante diferentes: encuentra evidencia consistente de transmisión aérea de SARS-CoV-2 y otros patógenos respiratorios, señala que las mascarillas reducen la transmisión cuando se utilizan correctamente y de forma sostenida, y muestra que los respiradores N95 son más efectivos que las mascarillas quirúrgicas o de tela.

El episodio no pretende convertir este tema en un “sí o no” simplista.

Lo interesante es entender cómo cambia una conclusión cuando cambia la forma de analizar la evidencia.

Y eso es probablemente lo más importante: no alcanza con decir “hay un estudio”. También tenemos que preguntarnos cómo fue diseñado, qué midió y si realmente responde la pregunta que queremos contestar.

En este episodio sigo revisando trabajos presentados en el Congreso Europeo de Microbiología y Enfermedades Infecciosas, pero esta vez el tema central es uno muy cotidiano: las muestras de materia fecal.

Les cuento dos estudios que me hicieron revisar algunas ideas bastante instaladas.

El primero analiza cuánto tiempo y a qué temperatura pueden conservarse las muestras fecales sin perder la capacidad de detectar patógenos bacterianos por PCR o por cultivo. Se estudiaron Salmonella enterica, Shigella sonnei, Yersinia enterocolitica y Campylobacter jejuni.

Los resultados fueron llamativos: la PCR permaneció positiva en todas las condiciones ensayadas hasta 12 días. Para cultivo, Salmonella y Yersinia mostraron una buena recuperación, mientras que Campylobacter y Shigella fueron más sensibles a determinadas condiciones de almacenamiento.

El segundo trabajo cuestiona otro criterio muy habitual: rechazar para coprocultivo las muestras de materia fecal formada.

Utilizando la escala de Bristol, se analizaron más de 23.000 muestras. Como era esperable, la mayoría de los cultivos positivos correspondieron a heces diarreicas, con Bristol mayor de 5. Pero hay un dato interesante: aproximadamente 15 % de los cultivos positivos aparecieron en muestras con Bristol 1 a 4, es decir, muestras que en muchos laboratorios ni siquiera hubieran sido procesadas.

¿Eso significa que deberíamos cultivar todas las materias fecales formadas? No necesariamente.

El estudio deja abierta una pregunta más importante: qué impacto clínico tiene recuperar esos patógenos en pacientes sin diarrea. Y ahí es donde el criterio microbiológico necesita encontrarse con el contexto clínico.

Dos trabajos, dos paradigmas puestos en duda y una misma idea: a veces vale la pena revisar aquello que hacemos simplemente porque “siempre se hizo así”.

Equivocarse incomoda. Y en el laboratorio, donde cada decisión puede tener consecuencias sobre un resultado o sobre un paciente, todavía más.

En este episodio quiero hablarles de algo bastante menos técnico que un antibiograma, pero igual de importante: qué hacemos cuando cometemos un error.

Parto de algo muy simple: yo también me equivoco. No soy perfecta, cometo errores y muchas veces después me quedo pensando qué pasó, por qué ocurrió y, sobre todo, cómo debería responder frente a esa situación.

No todos los errores son iguales. Me interesa especialmente el error no intencional, ese que puede aparecer por múltiples causas: falta de conocimiento, información incompleta, cansancio, fatiga, distracción o simplemente porque entramos en “piloto automático”.

También hago una distinción que para mí es fundamental: una cosa es equivocarse sin intención y otra muy distinta es incumplir deliberadamente normas, actuar sin ética o realizar una acción consciente que puede perjudicar un diagnóstico. Eso ya no debería llamarse simplemente error.

Pero el centro de este episodio no es buscar culpables.

Es preguntarnos cómo reaccionamos cuando reconocemos que nos equivocamos. ¿Lo ocultamos? ¿Nos justificamos? ¿Lo analizamos? ¿Aprendemos algo que pueda evitar que vuelva a ocurrir?

Porque una cultura de calidad no se construye pretendiendo que nadie falle. Se construye siendo capaces de reconocer los errores, entender sus causas y convertirlos en una oportunidad de mejora.

Un episodio un poco más reflexivo, pero absolutamente ligado a nuestro trabajo cotidiano en el laboratorio.

En este episodio vuelvo sobre una pregunta muy práctica del laboratorio de microbiología: ¿tenemos que sembrar todas las muestras de orina que recibimos?

El urocultivo parece una técnica sencilla, pero detrás de cada siembra hay decisiones preanalíticas que pueden modificar el rendimiento del estudio, aumentar cultivos innecesarios e incluso generar resultados difíciles de interpretar.

Uno de los puntos que analizo es el uso del recuento de leucocitos en orina como criterio previo a la siembra, particularmente el umbral de 5 leucocitos, y qué puede significar incorporar este tipo de estrategia para seleccionar las muestras que realmente deberían avanzar a cultivo.

Pero hay otro problema: incluso cuando decidimos cultivar, el tiempo importa.

En el trabajo que comento se analizaron 2.660 urocultivos. La positividad fue de 21,3 % en las muestras procesadas antes de las 4 horas, 28,4 % entre las 4 y las 24 horas y 33,2 % cuando el procesamiento ocurrió después de las 24 horas.

Aquí aparece la segunda herramienta del episodio: los tubos con ácido bórico para el transporte de orina. Su introducción se asoció con una disminución de la positividad fundamentalmente en las muestras procesadas entre las 4 y las 24 horas.

Así que la discusión no es solamente “ácido bórico sí o no”. Es bastante más interesante: qué muestras sembramos, cuándo las sembramos y cómo las conservamos hasta que llegan al laboratorio.

Tres decisiones preanalíticas que pueden cambiar mucho más de lo que parece el resultado final de un urocultivo.

Los caldos de enriquecimiento forman parte de la microbiología clásica desde hace décadas. Pero hoy la pregunta ya no es simplemente qué caldo usar, sino algo bastante más incómodo: ¿realmente necesitamos utilizarlos de rutina?

En este episodio de MicroClinUy me meto de lleno en un tema que parecía bastante sencillo… hasta que empecé a revisar la evidencia más reciente.

Comienzo por la base: qué significa realmente “enriquecer” una muestra y cómo estos medios permiten favorecer el crecimiento de microorganismos presentes en muy baja concentración, recuperar bacterias metabólicamente comprometidas o crear condiciones particulares para determinados grupos microbianos.

También reviso algunos de los caldos clásicos del laboratorio de microbiología, como el tioglicolato, el Brain HeartInfusion (BHI) y el medio de carne cocida, explicando qué características bioquímicas los hacen diferentes.

Pero el punto central del episodio aparece cuando pasamos de la teoría a la práctica clínica.

Porque aumentar la sensibilidad del cultivo puede tener un precio: aumentar también la recuperación de contaminantes.

¿Tiene sentido colocar rutinariamente todas las muestras de sitios estériles en un caldo de enriquecimiento? ¿Cuántas veces ese resultado adicional modifica realmente la conducta clínica? ¿Y en qué situaciones el enriquecimiento sí puede aportar una diferencia importante?

Analizo particularmente lo que ocurre con líquidos biológicos, líquido cefalorraquídeo y muestras relacionadas con infecciones osteoarticulares y prótesis, donde la situación puede ser muy diferente.

También hablamos de los caldos selectivos utilizados en microbiología entérica y de cómo las técnicas moleculares están modificando progresivamente el lugar que ocupan estos métodos tradicionales.

La conclusión no pasa por abandonar los caldos de enriquecimiento, sino por algo que cada vez considero más importante en microbiología clínica: cultivar de manera más inteligente, no simplemente cultivar más.

Un episodio para revisar prácticas que muchas veces hacemos por rutina… sin volver a preguntarnos si todavía tienen sentido.

Si alguna vez abrieron una estufa de microbiología llena de placas con medios cromogénicos, probablemente hayan pensado lo mismo: ¡qué espectáculo de colores! Pero esos colores no están allí para decorar.Detrás de cada uno hay química, actividad enzimática y, sobre todo, información microbiológica.

En este episodio de MicroClinUy Podcast me meto justamente en ese mundo: los medios de cultivo cromogénicos, cómo funcionan y por qué se han convertido en una herramienta tan interesante para el laboratorio de microbiología clínica.

Comenzamos por lo básico: ¿qué significa realmente que un medio sea cromogénico? Porque para interpretar correctamente una colonia coloreada primero tenemos que entender qué reacción bioquímica está ocurriendo detrás de ese color.

A partir de allí recorremos diferentes aplicaciones. Hablamos de los medios utilizados para el procesamiento de urocultivos, probablemente una de sus aplicaciones más conocidas, y de cómo pueden ayudarnos a diferenciar microorganismos directamente a partir de su aspecto colonial.

Pero los cromogénicos van bastante más allá del urocultivo.

También existen medios diseñados para buscar microorganismos específicos y otros dirigidos a detectar bacterias con determinados mecanismos de resistencia. Es decir, el color puede transformarse en una herramienta de orientación microbiológica mucho antes de completar la identificación definitiva.

Y termino planteando una pregunta que me parece mucho más interesante: con el crecimiento de las técnicas moleculares, ¿estamos entrando en la etapa final de los medios de cultivo?

Yo no estaría tan apurada en enterrarlos.

🎙️ Los invito a escuchar este episodio de MicroClinUy Podcast y mirar esas placas de colores con otros ojos.

En microbiología clínica hay medios de cultivo que parecen eternos. El agar CLED es uno de ellos. Durante décadas ha sido un clásico para procesar urocultivos, pero hoy los medios cromogénicos le disputan seriamente ese lugar.

En este episodio de MicroClinUy Podcast vuelvo a una de esas cuestiones aparentemente básicas que, cuando las miramos con atención, tienen bastante más detrás.

Primero, les cuento por qué nació el CLED y qué problema microbiológico buscaba resolver. Su composición deficiente en electrolitos no es un detalle: fue precisamente la estrategia utilizada para limitar el swarming de Proteus y facilitar la lectura de los urocultivos. Además, su capacidad diferencial permite distinguir microorganismos según su utilización de la lactosa.

Pero el CLED también tiene limitaciones. Es un medio relativamente pobre desde el punto de vista nutricional y algunos microorganismos exigentes pueden crecer con dificultad o requerir más tiempo para hacerse evidentes. Por eso, interpretar correctamente una placa de CLED exige conocer bien su comportamiento y, sobre todo, tener entrenado el ojo microbiológico.

Y llegamos a la pregunta inevitable: ¿CLED o medio cromogénico para el urocultivo?

En el episodio analizo una comparación entre ambos enfoques. El punto interesante no está solamente en detectar crecimiento significativo, sino en qué ocurre cuando aparecen cultivos mixtos o polimicrobianos y cuando queremos aproximarnos tempranamente a la identificación delmicroorganismo.

¿Significa esto que el CLED está muerto? No necesariamente.

🎙️Los invito a escuchar el episodio completo y decidir conmigo: ¿el CLED sigue teniendo futuro o estamos frente a un clásico que lentamente está dejando paso a los medios cromogénicos?

En este episodio de MicroClinUy vuelvo a una de esas herramientas básicas que usamos tanto en microbiología clínica que a veces casi dejamos de mirarla con atención: el agar MacConkey.

Y, sin embargo, este medio tiene mucho para contar. No es solamente “la placa donde crecen los Gram negativos”. Es un medio selectivo, diferencial y muy útil tanto para el diagnóstico como para la vigilancia microbiológica.

En el episodio repasamos un poco de su historia, porque el MacConkey no apareció de un día para el otro.

También conversamos sobre su doble función. Por un lado, selecciona: favorece el crecimiento de bacilos Gram negativos entéricos y limita el crecimiento de muchos Gram positivos y microorganismos más exigentes. Por otro lado, diferencia: permite distinguir bacterias que fermentan lactosa de aquellas que no lo hacen.

Ahí aparece una de las partes más lindas del MacConkey: las colonias rosadas o rojizas, los halos alrededor de algunas colonias y las colonias transparentes de los no fermentadores de lactosa. Ese cambio de color no es decoración microbiológica; es química aplicada al diagnóstico.

Pero, como siempre digo, en el laboratorio nada es cien por ciento absoluto. También hablamos de excepciones y trampas.

Este episodio es una invitación a mirar el MacConkey con más respeto. Porque aunque sea un medio básico, bien leído puede dar información muy valiosa para el diagnóstico, la vigilancia y la toma de decisiones en microbiología clínica.

¡Hola a todos y todas!
En este episodio me meto con uno de los medios de cultivo que más usamos (y a veces más subestimamos): el agar chocolate. Y no, lamento decepcionarlos, no tiene ni una pizca de cacao, aunque el nombre suene tentador.

Hoy hacemos un repaso claro, directo y útil sobre qué es el agar chocolate, cómo se prepara (sí, incluso esas recetas que ya casi nadie hace en el laboratorio), y sobre todo cuándo y por qué debemos usarlo. Spoiler: si hay sospecha de Haemophilus influenzae o Neisseria gonorrhoeae, este medio no puede faltar en tu mesada.

Les cuento cómo elegir una buena base, cómo se controla la calidad del agar, y qué pasa si te venden uno que no anda. También hablamos del famoso Thayer-Martin, ese primo selectivo del agar chocolate.

Como siempre, me gusta sumarles no solo información técnica, sino contexto y criterios para tomar decisiones reales en laboratorio. Porque más allá de comprar una placa preparada, necesitamos saber qué hay detrás para entender qué está creciendo (o no) en nuestros cultivos.

Y si están en formación o enseñando microbiología, este episodio puede ayudar a reforzar esos básicos que a veces quedan olvidados.

Recuerden dejarme cinco estrellitas si les gusta este contenido, si me escuchan por Spotify 😉 y compartirme cómo trabajan ustedes con este medio en su laboratorio.

¡Nos seguimos escuchando!

En este nuevo episodio de MicroClinUy Podcast, nosmetemos de lleno con uno de los pilares del diagnóstico microbiológico: el agar sangre.

Sí, ese medio que parece tan simple, pero que encierra muchísima información… y también sus trucos. Les cuento brevemente su historia, para entender cómo se volvió el estándar que es hoy. Repasamos las bases más utilizadas (¡spoiler! en Uruguay preferimos el TSA) y lo que hay que tener en cuenta al momento de prepararlo de forma manual: desde la temperatura ideal para agregar la sangre, hasta los errores que pueden hacerte perder un lote completo.

También nos detenemos en lo más interesante: las hemólisis.Beta, alfa, gama… ¿realmente es hemólisis si no hay lisis? Hablamos de patrones típicos, microorganismos clave y cómo no confundirnos.

Un episodio pensado para que afiancen lo básico, pero con foco en lo práctico y los detalles que pueden marcar la diferencia en tu laboratorio.

Nos seguimos escuchando en MicrCclinUy.

En este episodio básico continúo con la serie dedicada a los medios de cultivo, pensada especialmente para estudiantes, pero útil también para quienes trabajan todos los días en la mesada.

El objetivo es claro: entender qué necesita una bacteria para crecer y por qué esos componentes son indispensables.

En este episodio nos metemos de lleno con un tema básico, pero absolutamente estructurante de la microbiología: la clasificación de los medios de cultivo.Está pensado especialmente para estudiantes, aunque sé que a más de uno le viene bien frenar un segundo y ordenar conceptos que usamos todos los días casi en piloto automático.

Arranco recordando qué es un medio de cultivo y por qué, a pesar de todas las técnicas modernas, el cultivo sigue siendo una herramienta central del laboratorio de microbiología clínica. A partir de ahí, organizamos los medios según distintos criterios: el estado físico (líquidos, sólidos y semisólidos) y, sobre todo, según su uso.

Repasamos medios generales, selectivos, diferenciales y enriquecidos, con ejemplos clásicos que todos conocemos. La idea no es memorizar listas, sino entender qué busca cada medio y qué información nos aporta. Porque cuando esos conceptos están claros, elegir el medio adecuado deja de ser una receta y pasa a ser una decisión razonada.

Este episodio es la base. En los próximos, vamos a ir mediopor medio, bajándolo a la práctica de la mesada.

En este episodio arrancamos una nueva serie de técnicas básicas, pensada sobre todo para estudiantes, pero muy útil también para quienes quieren repasar conceptos que usamos todos los días casi sin pensarlos. Esta vez nos metemos con algo tan cotidiano como fundamental: los medios de cultivo.

Antes de hablar de clasificaciones, colores o nombres comerciales, me pareció importante mirar hacia atrás y entender de dónde salen.Porque el cultivo sigue siendo una piedra angular del diagnóstico microbiológico: es lo que permite identificar microorganismos y estudiar su susceptibilidad.

Hacemos un recorrido histórico por los primeros intentos de cultivar bacterias, desde medios rudimentarios hasta la gran revolución que significó el uso del agar como agente solidificante. Ese cambio permitió, por primera vez, trabajar con cultivos más homogéneos y acercarnos a lo que hoy llamamos “cultivo puro”, base del trabajo en la mesada.

También introduzco, de forma sencilla, la composición general de los medios actuales y por qué ciertos componentes siguen vigentes hasta hoy. Este episodio es solo el punto de partida: en los próximos vamos a ordenar, clasificar y aterrizar estos conceptos en la práctica diaria del laboratorio.

Te espero en el próximo episodio para continuar con medios de cultivo.

En este episodio de MicroClinUy salimos un poco del mundo del Gram para entrar en otra tinción clásica, intensa y muy importante en microbiología clínica: la tinción de Ziehl-Neelsen.

Y empiezo con una historia personal, porque algunas técnicas no se aprenden solo en los libros. Se aprenden también en la guardia, con nervios, con una muestra real y con la responsabilidad de mirar una lámina que puede cambiar la conducta clínica de un paciente.

La tinción de Ziehl-Neelsen se utiliza principalmente para detectar bacterias ácido-alcohol resistentes, especialmente micobacterias. Estas bacterias tienen una pared celular muy rica en lípidos, con ácidos micólicos, y por eso no se comportan bien con las tinciones habituales como el Gram.

En el episodio repasamos por qué estas bacterias necesitan métodos especiales de tinción, qué papel cumple la carbolfucsina, por qué se aplica calor en el procedimiento clásico y cómo se realiza luego la decoloración con ácido-alcohol. También converso sobre lo que finalmente vemos al microscopio: bacilos rosados o rojos intensos sobre un fondo azul.

Pero no nos quedamos solo en Ziehl-Neelsen clásico. También hablamos de la modificación de Kinyoun, una técnica en frío que evita el paso de calor aumentando la concentración de fenol. Y, como siempre, aparece el detalle de mesada: cuidado con el agua de grifo.

Además, entramos en otro grupo de microorganismos: bacterias parcialmente ácido-alcohol resistentes, como Nocardia, Rhodococcus, Gordonia y Tsukamurella. En estos casos, la técnica clásica puede no ser suficiente y se utilizan modificaciones con decolorantes más débiles.

Este episodio es una invitación a entender que no todas las bacterias se dejan ver de la misma manera. Algunas exigen otra técnica, otra mirada y bastante respeto microbiológico.

En este episodio de MicroClinUy sigo con una de las técnicas más clásicas, queridas y exigentes de la microbiología clínica: la tinción de Gram.

Ya hablamos antes de los fundamentos, de la preparación del frotis y de la importancia de llegar a la tinción con una buena lámina. Ahora nos metemos directamente en el procedimiento: qué colorantes usamos, en qué orden, cuánto tiempo y, sobre todo, qué cuidados necesitamos para que el resultado sea realmente interpretable.

Porque hacer una tinción de Gram no es simplemente “poner violeta, poner lugol, decolorar y listo”. Ojalá fuera tan fácil, pero la mesada siempre nos recuerda que la microbiología tiene carácter.

En este episodio repasamos la modificación de Hucker de la tinción de Gram. Empezamos con el cristal violeta, seguimos con el lugol como mordiente y llegamos al paso más delicado: la decoloración. Y sí, acá está buena parte del drama microbiológico. La decoloración no depende solo del reloj; también depende del grosor del preparado, del decolorante utilizado y de la mano de quien realiza la técnica.

También converso sobre la importancia de mantener una formulación estable del alcohol-acetona en el laboratorio. No es lo mismo trabajar con una mezcla 50/50 que con una 70/30. Una vez que el equipo se acostumbra a una formulación, cambiarla sin control puede alterar la técnica y generar resultados confusos.

Luego pasamos a la contratinción con safranina o fucsina, el enjuague, el secado y la preparación final para llevar la lámina al microscopio.

Este episodio es una invitación a mirar la tinción de Gram con respeto. Es una técnica antigua, sí, pero no por eso simple. Cuando se hace bien, sigue siendo una herramienta rápida, poderosa y profundamente útil para orientar el diagnóstico microbiológico.

Porque antes de interpretar bacterias, hay que teñirlas bien.

En este episodio de MicroClinUy sigo avanzando en una serie dedicada a esas técnicas básicas que sostienen buena parte del diagnóstico microbiológico cotidiano. Hoy el tema es muy concreto: cómo realizar un buen extendido en microbiología clínica cuando partimos directamente de una muestra.

Y acá viene la primera idea importante: no todas las muestras se comportan igual. No es lo mismo preparar un frotis desde una orina, desde un hisopo, desde un aspirado, desde una expectoración o desde una muestra purulenta. Cada una tiene sus pequeñas trampas, sus cuidados y sus formas de arruinarnos la observación si no prestamos atención.

En el episodio hablo, por ejemplo, del Gram de orina: cuándo puede hacerse, por qué se usa un asa calibrada de 10 microlitros, cómo debe tomarse la muestra y por qué esa gota no se extiende como si estuviéramos pintando una pared microbiológica.

También me detengo en los hisopos, esas muestras que muchas veces llegan pobres, con poco material y con parte de la muestra atrapada en el propio dispositivo. Y ahí aparece una discusión clásica: ¿uso primero el hisopo para el cultivo o para el examen directo? No siempre hay una respuesta única, pero sí hay criterios para pensarlo mejor.

Después pasamos a muestras más complejas, como aspirados, exudados, esputos y materiales purulentos. Allí el objetivo es lograr una película fina, lo más uniforme posible, sabiendo que la realidad de la mesada no siempre se parece al dibujo prolijo del manual.

También converso sobre algo que no es menor: la seguridad. Las muestras en jeringa con aguja no deberían llegar así al laboratorio. No es un detalle administrativo; es una condición básica para evitar accidentes y trabajar con responsabilidad.

Este episodio es una invitación a mirar el extendido como lo que realmente es: el primer paso para que la tinción de Gram tenga sentido. Porque antes de interpretar, hay que preparar bien.

En este episodio de MicroClinUy vuelvo a una etapa que parece simple, pero que puede definir el éxito o el fracaso de una tinción de Gram: la confección del frotis o extendido.

Porque sí, muchas veces hablamos del cristal violeta, del lugol, de la decoloración o de la safranina, pero antes de todo eso hay una lámina. Y si esa lámina está mal preparada, el Gram ya arranca con problemas.

En este episodio les cuento cómo preparar un extendido a partir de un medio de cultivo, empezando por algo tan básico como el portaobjetos. Hablamos de la importancia de trabajar con láminas limpias, desengrasadas e identificadas antes de colocar cualquier material. Parece obvio, pero en microbiología lo obvio también se entrena.

También repasamos qué tipo de cultivo conviene usar. Los cultivos jóvenes, especialmente en bacterias de crecimiento rápido y en medios sin inhibidores, suelen dar mejores resultados. Y si lo que queremos observar es la agrupación bacteriana, los cultivos líquidos pueden aportar información diferente a la que obtenemos desde una colonia.

Después entramos en la parte más práctica: cómo tomar una pequeña porción de colonia, cómo emulsionarla con solución salina y cómo lograr un frotis ligeramente turbio, homogéneo, sin grumos ni acumulaciones. Porque un extendido demasiado espeso no ayuda: molesta, confunde y puede dificultar mucho la interpretación microscópica.

También les hablo de situaciones particulares, como los cultivos en caldo y los hemocultivos, donde la forma de extender la muestra puede mejorar muchísimo la visualización.

Finalmente, llegamos al secado y la fijación. Allí comparo la fijación por calor con la fijación con metanol, que personalmente prefiero en muchas situaciones porque ayuda a conservar mejor la muestra y evita algunas distorsiones.

Este episodio es una invitación a mirar con más atención ese paso previo que a veces hacemos casi en automático. Porque el Gram no empieza cuando cae el primer colorante. Empieza mucho antes: en una lámina bien preparada.

La tinción de Gram parece fácil, pero no lo es

En este episodio de MicroClinUy vuelvo a una de esas técnicas que parecen tan básicas que a veces corremos el riesgo de subestimarlas: la tinción de Gram.

Y sí, digo “parecen”, porque cualquiera que haya estado en una mesada de microbiología sabe que un Gram perfecto no aparece por arte de magia. Requiere técnica, práctica, criterio y bastante ojo entrenado.

La tinción de Gram fue introducida hace más de 100 años y, sin embargo, sigue siendo una de las pruebas rápidas más importantes del laboratorio de microbiología clínica. En un mundo lleno de nuevas tecnologías, plataformas moleculares y diagnósticos cada vez más veloces, esta técnica clásica continúa teniendo un valor enorme.

En el episodio repasamos desde lo más básico: qué es una tinción, por qué necesitamos colorear bacterias casi incoloras y qué diferencia hay entre una tinción simple y una tinción diferencial. A partir de ahí entramos en la tinción de Gram como herramienta central para observar microorganismos, interpretar muestras clínicas y orientar decisiones.

También converso sobre sus dos grandes aplicaciones en microbiología clínica. La primera: mirar directamente una muestra clínica y obtener información inmediata sobre bacterias, levaduras, células inflamatorias o calidad de la muestra. La segunda: estudiar colonias crecidas en medios sólidos o líquidos como primer paso hacia la identificación bacteriana.

Y, por supuesto, nos metemos en el fundamento microbiológico: por qué algunas bacterias retienen el cristal violeta y se ven Gram positivas, mientras otras pierden esa coloración y toman la contratinción rosada. La pared celular, el peptidoglicano, la membrana externa y hasta la edad del cultivo tienen su papel en esta historia.

Este episodio es el primero de una serie dedicada a técnicas básicas del laboratorio. Porque antes de correr detrás de lo último, conviene dominar muy bien aquello que sigue sosteniendo gran parte del diagnóstico microbiológico cotidiano.

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De que va este episodio ?

Cuando hablamos de interpretación de susceptibilidad a piperacilina-tazobactam, entramos en una de esas zonasgrises de la microbiología clínica que incomodan… pero que hay que atravesar. Y en este episodio quise justamente eso: ordenar la evidencia, ponerla en contexto y bajar el mensaje a la práctica diaria.

Todos conocemos el escenario: Enterobacterales productores de BLEE que, según los puntos de corte actuales, pueden informarse como sensibles a piperacilina-tazobactam. El dato está ahí, en el antibiograma.Pero la pregunta real no es si puede informarse, sino cómo se interpreta y en qué contexto clínico tiene sentido.

Empiezo por lo básico: los estudios de susceptibilidad se realizan con un inóculo estándar. Eso es indispensable para la reproducibilidad, pero no siempre representa lo que ocurre en infecciones con alta carga bacteriana. Y acá aparece el concepto clave del episodio: el efecto inóculo, particularmente relevante para piperacilina-tazobactam en cepas productoras de BLEE.

A partir de ahí, el análisis se complejiza. No todas las infecciones son iguales, no todos los focos se comportan igual y no todos los pacientes responden igual. La evidencia muestra resultadoscontradictorios porque compara poblaciones distintas: bacteriemias, neumonías, infecciones urinarias, pacientes críticos y no críticos. Pretender una respuesta única es, sencillamente, un error.

También repaso los cambios en los puntos de corte y el concepto de “sensible dosis dependiente”, que obliga a pensar en esquemas de dosificación y en PK/PD, no solo en una letra del informe. Y, por supuesto, reviso qué dicen las guías actuales y qué nos enseñan los estudios clínicos más citados.

El mensaje final es claro y deliberadamente incómodo: no alcanza con informar “sensible” o “resistente”. El rol del laboratorio incluye advertir, contextualizar y, cuando corresponde, comentar.No editar antibióticos por reflejo, pero tampoco informar sin reflexión.

La interpretación de susceptibilidad a piperacilina-tazobactam exige diálogo con el clínico, conocimiento del foco, del paciente y de la evidencia. Y eso, aunque lleve más tiempo, es microbiología clínica bien hecha.

En este episodio quise hacer algo muy simple: traerles al llano dos trabajos presentados en el congreso europeo que giran en torno a nuevos equipos en microbiología y pensar con ustedes qué implican de verdad para la práctica diaria. Porque a veces aparece un equipo nuevo y la reacción inmediata es asumir que “más nuevo” equivale automáticamente a “mejor en todo”. Y no siempre es tan lineal.

Por un lado, comento la evaluación de un nuevo sistema de identificación, el Vitek Compact Pro, llamado a sustituir alVitek 2 Compact. Lo interesante del trabajo es que muestra un muy buen desempeño en reproducibilidad e identificación correcta de una amplia variedad de microorganismos. Es decir: el equipo funciona bien, y eso no es poca cosa. Ahora bien, también me quedó una pregunta bastante terrenal: más allá de que rinda bien, ¿cuál será su ventaja concreta en la vida real del laboratorio?

Por otro lado, el episodio entra en otro de los nuevos equipos en microbiología que me parece especialmente interesante: el BacT/Alert Virtuo. En este caso, el punto no pasa solo por incorporar tecnología, sino por entender qué efecto puede tener sobre variables que muchos clínicos miran con atención, como el tiempo de positivización de los hemocultivos. Y ahí aparece un matiz importante: el sistema puede acortar tiempos, pero eso también puede volver menos clara una interpretación que antes parecía más intuitiva.

Eso, para mí, es lo más rico del episodio. No se trata solo de mostrar aparatitos nuevos, que siempre tienen su encanto casi de juguete caro de laboratorio. Se trata de discutir qué cambia realmente en la lectura microbiológica y qué mensajes conviene transmitirle al clínico para no sobreinterpretar indicadores aislados.

No les voy a destripar el contenido, porque justamente la gracia del episodio está en recorrer esos matices. Pero sí les adelanto esto: cuando hablamos de nuevos equipos en microbiología, no alcanza con preguntar qué tecnología traen. También hay que preguntarse qué nuevas precauciones exigen.

En este episodio de MicroClinUy me meto de lleno en un antibiótico que usamos todos los días y que, sin embargo, sigue generando dudas y problemas: la piperacilina tazobactam. La excusa fue una conversación del grupo privado de Telegram, pero el tema da para mucho más, sobre todo cuando empezamos a ver fallos de la piperacilina tazobactam en la práctica clínica.

Arranco desde lo básico. Piperacilina-tazobactam no es “un antibiótico”, sino una combinación: un betalactámico con actividad antipseudomónica y un inhibidor de betalactamasas.Su mecanismo de acción es el clásico de los betalactámicos, y no hay que olvidarlo: actúa mejor cuando la bacteria está multiplicándose activamente. Este detalle simple explica más de un fracaso terapéutico.

Después avanzo hacia lo farmacocinético, porque acá se esconden muchas trampas. Es un antibiótico con excelente penetración tisular, menor concentración en LCR y eliminación mayoritariamente renal. Todo esto importa cuando pensamos en sitio de infección, dosis y forma de administración. Y sí, la forma de administración importa: infusión corta, prolongada o continua no son lo mismo cuando el parámetro clave es el tiempo por encima de la CIM.

Repaso también las indicaciones aprobadas y los usos “off label”, que en la práctica cotidiana son muchísimos. Endocarditis, bacteriemias, neutropenia febril, infecciones graves por Pseudomonas: lo usamos mucho… tal vez demasiado. Y ahí aparece el problema.

En el episodio empiezo a mostrar por qué no todo lo “sensible” funciona igual. Mecanismos de resistencia, sobreproducción de betalactamasas, BLEE, AmpC, bombas de eflujo y cambios en porinas empiezan a jugar su partido. Y cuando eso pasa, el informe microbiológico deja de ser untrámite y se transforma en una decisión clínica de peso.

Este es solo el primer tramo. En el próximo episodio voy a entrar de lleno en puntos de corte, evidencia clínica y quédicen los estudios cuando la piperacilina-tazobactam parece adecuada… pero falla.

En este episodio quise detenerme en un concepto que cada vez pesa más en microbiología: Una Salud. Y no, no es una frase linda para un congreso y nada más. Es una manera muy concreta de entender que la salud humana, la salud animal y el ambiente están profundamente conectados.

A partir de trabajos presentados en ECCMID Global, reviso ejemplos que muestran esa conexión de forma muy clara. Por un lado, comento datos del sector porcino en España, donde la reducción del uso de colistina se acompañó de una caída marcada de mecanismos de resistencia asociados, aunque persisten otros problemas, como la multirresistencia y la falta de estándares para algunos antimicrobianos veterinarios.

Por otro lado, me meto en un terreno muy cercano a la vida cotidiana: las mascotas. Analizo estudios que exploran la portación de bacterias resistentes en perros alimentados con dieta cruda y también trabajos que muestran la posible circulación compartida de enterobacterales resistentes entre animales de compañía y sus dueños. Sí, el asunto viene con patas, pelo y bastante material para pensar.

Lo que más me interesa en este episodio no es solo contar resultados, sino invitarles a mirar la resistencia antimicrobiana con una cabeza más amplia. Porque cuando hablamos de bacterias resistentes, no alcanza con mirar únicamente al hospital o al paciente. Hay que ampliar el foco y aceptar que el problema se mueve entre especies, entornos y prácticas que a veces parecen lejanas, pero no lo son tanto.

Este episodio es, en el fondo, una invitación a pensar mejor. A entender que la microbiología no termina en la mesada del laboratorio y que el enfoque de Una Salud puede ayudarnos a interpretar mejor lo que está pasando y lo que viene.

En este episodio les comparto un caso real de esos que no esperan, de esos en los que suena el teléfono y uno sabe que algo viene complicado. Es un episodio RAW, grabado sin edición ninguna: Verónica al desnudo, reflexionando mientras intenta ordenar un escenario clínico que venía bastante = enredado. La historia gira alrededor de varias botellas positivas, un Gram con hallazgos mezclados y una pregunta que pesa mucho más de lo que parece: qué significa realmente lo que estamos viendo en esos hemocultivos.

A medida que avanzo en el caso, voy mostrando algo que en microbiología pasa más de lo que nos gustaría: la contaminación puede empujar decisiones terapéuticas que después no eran las ideales. En esta historia, la interpretación de muestras de hemocultivos no fue un detalle técnico, sino una pieza clave para entender qué era señal verdadera y qué podía ser ruido.

También reflexiono sobre el valor de nuestra mirada como microbiólogos.Porque no se trata solo de informar un resultado: se trata de acompañar, orientar y darle más seguridad al equipo clínico cuando el caso aprieta. Y ahí está, para mí, una de las grandes fortalezas de nuestra especialidad.

Si les interesa asomarse a cómo pienso estos casos, con dudas, desvíos y conclusiones en voz alta, este episodio les va a gustar.

Usamos el celular para todo. Lo apoyamos en la mesa, lo llevamos al trabajo, lo tocamos entre tarea y tarea, y muchas veces ni siquiera pensamos en limpiarlo. Pero ahí está el problema: el teléfono no solo guarda fotos, chats y recordatorios. También puede acumular microorganismos.

En este episodio me detengo en una idea simple, pero incómoda: si el celular es una prolongación de la mano, también puede ser una prolongación de todo lo que la mano toca. Y eso, en microbiología, no es un detalle decorativo. En una investigación realizada en Uruguay se encontró contaminación en teléfonos celulares del personal sanitario, con cifras especialmente altas en ciertas áreas asistenciales. El mensaje es claro: no se trata de un hallazgo exótico ni aislado.

La contaminación de celulares no depende solo del aparato en sí. También influye cuánto lo manipulamos, dónde lo apoyamos, si lo llevamos a ambientes asistenciales y, por supuesto, si hacemos higiene de manos antes y después de usarlo. La combinación de calor, uso frecuente y pequeñas grietas o irregularidades en la superficie favorece la persistencia de microorganismos.

Lo interesante es que no todo queda en la alarma. También hay una salida práctica. La limpieza periódica del dispositivo junto con la higiene de manos, reduce de forma significativa la cargabacteriana. No hace falta convertir el tema en una tragedia griega: hace falta incorporar una rutina razonable y sostenida.

En el episodio desarrollo por qué este asunto importa más de lo que parece, especialmente cuando pensamos en entornos deatención en salud, en superficies de alto contacto y en hábitos cotidianos que solemos pasar por alto. No se trata de demonizar el celular, sino de usarlo con un poco más de cabeza… y un poco menos de inocencia microbiológica.

A veces el objeto más “personal” que llevamos con nosotros también puede ser uno de los más contaminados.

Cuando hablamos de resistencia antibiótica en Stenotrophomonas, hablamos de uno de esos microorganismos que obligan a frenar, repasar conceptos y revisar qué estamos haciendo en el laboratorio. En este episodio quise ordenar el panorama actual del estudio de susceptibilidad de Stenotrophomonas maltophilia, porque no es un tema sencillo y tampoco admite respuestas automáticas.

Arranco por lo básico. Stenotrophomonas maltophilia es un bacilo gramnegativo no fermentador, de hábitat acuático y comportamiento oportunista. Durante años se la consideró de baja patogenicidad, pero hoy sabemos que puede producir infecciones relevantes, sobre todo en pacientes críticos, inmunocomprometidos o con patología pulmonar previa.

El primer nivel de complejidad aparece con su resistencia antibiótica intrínseca. Este microorganismo es naturalmente resistente a múltiples familias: betalactámicos, carbapenémicos, aminoglucósidos. Esto no es un detalle técnico: condiciona de entrada qué antibióticos tienen sentido ensayar y cuáles no.

El siguiente escalón es todavía más incómodo: las guías no siempre coinciden. IDSA, CLSI y EUCAST plantean recomendaciones distintas, con antibióticos sugeridos, advertencias sobre monoterapia y ausencias llamativas de puntos de corte para fármacos que sí se recomiendan clínicamente. Esto rompe el paradigma clásico que muchos seguimos usando casi por inercia.

Después viene la pregunta que todos nos hacemos en la mesada: ¿qué método uso y cuán confiable es? Los datos publicados muestran que no todos los métodos de susceptibilidad funcionan igual de bien para Stenotrophomonas. Hay antibióticos con buena concordancia y otros con tasas de error que obligan a extremar la cautela, sobre todo cuando usamos sistemas automatizados.

El mensaje central es claro: la resistencia antibiótica en Stenotrophomonas no se resuelve leyendo una tabla. Requiereconocer los mecanismos, entender las limitaciones metodológicas y asumir que informar también es decidir. Y decidir mal, en este contexto, tiene consecuencias clínicas reales.

En este episodio comparto con ustedes una de esas noticias en microbiología clínica que obligan a frenar, leer y repensar la práctica diaria. En 2024 se presentaron y publicaron los nuevos criterios para identificar sepsis y shock séptico en pacientes pediátricos: los criterios de Phoenix. No aplican a recién nacidos, pero sí a niños y adolescentes hasta los 18 años, y representan la primera actualización relevante en casi dos décadas.

Lo central del cambio es conceptual. Se abandona la respuesta inflamatoria sistémica como eje diagnóstico y se pone el foco, como ya ocurre en adultos, en la disfunción orgánica potencialmente mortal asociada a infección. Esto no es un matiz académico: cambia cómo se identifica al paciente grave y cuándo se activa la respuesta clínica.

Estos criterios fueron desarrollados por el Task Force de sepsis pediátrica de la Sociedad Internacional de Medicina de Cuidados Críticos, tras analizar millones de registros y validar herramientas que permiten estimar riesgo de mortalidad hospitalaria. El resultado es un puntaje más robusto y clínicamente útil.

¿Y dónde entra el laboratorio clínico? En el centro de la escena. Lactato, plaquetas, coagulación, dímero D, gases en sangre y otros parámetros son piezas clave para construir el puntaje de Phoenix. La oportunidad y confiabilidad del resultado ya no son deseables: son críticas.

Desde la microbiología clínica, el impacto es aún más directo. Diagnóstico etiológico rápido, informe precoz del Gram en hemocultivos positivos, apoyo con técnicas moleculares y pruebas rápidas de susceptibilidad o resistencia pasan a ser aliados estratégicos del equipo clínico. No se trata solo de detectar sepsis, sino de orientar mejor el tratamiento desde el inicio.

Este episodio no busca agotarlo todo, sino ordenar el mapa. El primer paso para implementar un cambio es conocerlo. Por eso comparto la infografía con los criterios en el grupo de Telegram, para que la tengan a mano y la discutan en equipo. Porque en sepsis, llegar temprano marca la diferencia.

Durante años hablamos de flora vaginal normal casi de forma automática, como si el concepto fuese simple, estable y definitivo. En este episodio quise detenerme justamente ahí: en revisar qué significa hoy eso que durante tanto tiempo dimos por sentado.

Arranco por lo básico. La vagina no es estéril ni debería serlo. Tiene una comunidad microbiana propia que cumple funciones clave en la salud genital. El problema es que el término “flora” quedó viejo.Hoy hablamos de microbiota, es decir, el conjunto de microorganismos que habitan un nicho específico. Y cuando sumamos sus genes, metabolitos y el ambiente donde viven, entramos en el concepto de microbioma.

Este cambio no es solo semántico. Cambia la forma en que interpretamos los resultados de laboratorio y, sobre todo, cómo entendemos los llamados “disbalances” vaginales. Muchas veces no estamos frente a una infección clásica, sino ante una alteración del equilibrio de esa microbiota que solemos llamar, de forma imprecisa, flora vaginal normal.

La microbiota vaginal no es estática. Varía con la edad, el estado hormonal y múltiples factores externos. En la edad reproductiva, los lactobacilos suelen ser predominantes y cumplen un rol central: mantienen el pH ácido, compiten con otros microorganismos y dificultan la colonización por patógenos. Pero —y esto es clave— su ausencia no implica automáticamente enfermedad. El ecosistema vaginal es más diverso y complejo de lo que aprendimos en los libros clásicos.

También abordo un tema frecuente en la consulta y en el laboratorio: las secreciones vaginales. No todo lo que las pacientes llaman “flujo” es patológico. Existen secreciones vaginales normales, con características bien definidas, que forman parte de una microbiota saludable y que no deberían medicalizarse sin criterio.

La idea de este episodio es sentar bases sólidas: lenguaje correcto, conceptos claros y una mirada microbiológica actualizada que nos permita interpretar mejor lo que vemos en el microscopio… y lo que no.

Porque antes de diagnosticar infecciones vaginales, primero hay que entender qué significa realmente flora vaginalnormal hoy.

En este episodio quiero compartir con ustedes un caso tan real como desconcertante: un hombre que recibió 217 dosis de vacunas contra COVID-19 en apenas 29 meses. Sí, leyeron bien. No es una exageración ni un rumor de redes, es un caso publicado y analizado científicamente.

Desde lo más básico, repasamos qué ocurrió y cómo se detectó. El protagonista, un ciudadano alemán de 62 años —al que llamo cariñosamente el señor vacuna— presentó voluntariamente su historial. Al principio, la incredulidad fue total. Luego, los registros oficiales confirmaron lo impensado: múltiples dosis de distintas plataformas vacunales, administradas en diferentes centros.

A partir de ahí, el foco se traslada a lo que más nos interpela como profesionales: qué pasó con su salud y con su sistema inmune. Durante todo ese período no se documentaron efectos adversos relevantes, ni alteraciones en estudios de rutina, ni evidencia de infección por SARS-CoV-2. Esto abrió la puerta a estudios inmunológicos profundos, cuyos resultados fueron publicados en The Lancet Infectious Diseases.

Los hallazgos muestran aumento de anticuerpos y células T específicas, pero sin cambios extremos en la calidad de la respuesta inmune. Importante aclaración: los autores no respaldan la hipervacunación como estrategia, ni mucho menos. Este es un caso excepcional, no un modelo a seguir.

Y aquí viene lo más complejo: este episodio no trata solo de inmunología, sino de fallas en los sistemas de control, trazabilidad y registro, y de la necesidad de comunicar mejor qué significa vacunarse de forma segura y responsable.

También invita a reflexionar sobre la confianza pública y el rol de los sistemas de salud.

Cierro con una pregunta abierta: en tu país, ¿esto podría pasar? En Uruguay, sinceramente, lo veo muy poco probable.

Pero vale la pena pensarlo y discutirlo entre colegas.

Cuando hablamos de trabajo en laboratoriode microbiología clínica, muchas veces se piensa solo en placas, estufas y equipos. Pero la realidad de la mesada es bastante más compleja y, sobre todo, profundamente intelectual. En este episodio quise contarles cómo organizo eltrabajo cotidiano en la mesada de microbiología clínica y por qué esa organización no es un detalle menor.

Todo empieza de forma bastante básica: abrir la estufa, retirar las placas del día anterior y ordenarlas. Parece simple, pero ese primer orden condiciona todo lo que sigue. A partir de ahí, junto solicitudes, cultivos y exámenes directos, porque el diagnóstico no se construye con una pieza aislada, sino con el conjunto.

Luego aparece uno de los puntos clave del trabajo en laboratorio de microbiología clínica: la priorización. No todo se informa en cualquier orden. Primero los cultivos positivos que ya tienen identificación y susceptibilidad listas, después los hemocultivos positivos y más adelante el resto de las muestras, siempre evaluando impacto clínico y urgencia.

A medida que el proceso avanza, la organización del puesto de trabajo se vuelve central. Microscopio, computadora y pruebas rápidas deben estar al alcance de la mano. Cada movimiento innecesario es tiempo perdido, y el tiempo en microbiología importa. Informar un directo en el mismo momento en que se observa no es solo eficiencia: es calidad diagnóstica.

El nivel siguiente, más complejo, es la toma de decisiones. La mayoría de los cultivos son negativos, pero los positivos exigen criterio. Cultivos puros, polimicrobianos, correlación con el directo, con el cuadro clínico y, cuando es necesario, diálogo con el equipo asistencial. Ahí el trabajo en laboratorio de microbiología clínica deja de ser técnico y se transforma en un verdadero acto clínico.

Este episodio no busca enseñar un protocolo, sino mostrar cómo se piensa la mesada, cómo se ordena el trabajo y cómo cada decisión impacta directamente en el tratamiento del paciente. Porque en microbiología, como en la vida, no se trata solo de hacer, sino de saber por qué y para qué.

En microbiología clínica solemos concentrarnos en el diagnóstico de las infecciones. Identificamos bacterias, interpretamos cultivos y ayudamos a iniciar tratamientos. Pero a veces las infecciones no terminan cuando el paciente se cura. Algunas dejan consecuencias que aparecen años después.

En este episodio comento un estudio reciente que explora justamente una de esas posibles consecuencias: la relación entre tuberculosis y cáncer.

El trabajo fue presentado en el Congreso Europeo de Microbiología Clínica e Infecciosa y analizó datos poblacionales de Corea del Sur. Los investigadores evaluaron a más de 72.000 pacientes con tuberculosis y los compararon con una cohorte similar de la población general. El seguimiento promedio fue de más de cinco años.

Los resultados mostraron algo que llama la atención. Las personas con tuberculosis actual o previa tuvieron mayor riesgo de desarrollar distintos tipos de cáncer.

Esto plantea una pregunta interesante: ¿por qué podría existir esta asociación?

Una de las hipótesis es que la tuberculosis produce daño estructural en los tejidos y genera procesos inflamatorios persistentes. Esa inflamación crónica, junto con alteraciones en los mecanismos de reparación celular, podría favorecer cambios biológicos que con el tiempo aumenten el riesgo de transformación tumoral.

El estudio también identificó otros factores que aumentan ese riesgo en pacientes con tuberculosis: el tabaquismo, el consumo excesivo de alcohol, la enfermedad hepática crónica y la enfermedad pulmonar obstructiva crónica.

Por supuesto, esto no significa que toda persona con tuberculosis vaya a desarrollar cáncer. Pero sí abre una línea de investigación interesante sobre cómo las infecciones pueden influir en la salud a largo plazo.

Y también nos recuerda algo importante: las bacterias no solo causan infecciones agudas. En algunos casos pueden modificar el entorno biológico del organismo durante años.

Como siempre digo en este podcast, el mundo microscópico es pequeño… pero sus efectos pueden ser enormes.